MétroPol Comptage des fibres M-309

Substances

Informations générales

Propriétés physico-chimiques

Plus d'informations

Familles de substances

• FIBRES

Principe et informations

Principe de prélèvement et d'analyse

• État physique

  Particules en suspension (liquides ou/et solides)

• Type de prélèvements

  Actif

• Nom du dispositif

  cassette ouverte ou porte-filtre pour tête GELMAN®

• Plus d'informations

  Principe général et mise en œuvre pratique du prélèvement

• Technique analytique

  MICROSCOPIE OPTIQUE A CONTRASTE DE PHASE

Domaine d'application

Aucun domaine d'application défini.

Réactifs

• ACETONE
• TRIACETINE

Consignes de sécurité pour les manipulations en laboratoire

Méthode de prélèvement

Principe général et mise en œuvre pratique du prélèvement

Un dispositif de prélèvement :

Dispositif N°1

• Type dispositif

  SYSTEME PORTE-FILTRE 25 mm OUVERT

• Support ou substrat de collecte

  • MEMBRANE FILTRANTE QUADRILLEE ESTER DE CELLULOSE inf 1,2 µm

• Préparation du substrat

  • Avant préparation des systèmes porte-filtre, les lots de filtres utilisés doivent avoir subi une vérification préalable de chaque lot fabricant sur au moins 1 filtre pour 1 000 conduisant à un maximum de 3 structures fibreuses sur 1 mm² pour 100 champs.

   

  • 2 dispositifs de prélèvement peuvent être utilisés : le système porte-filtre 25 mm pour tête Gelman ou la cassette ouverte, 3 pièces, 25 mm, col court, matériau conducteur.

   

• Commentaires, conseils et consignes

  Schéma des dispositifs :

  Tête Gelman :

  

  • Vérifier que le joint en PTFE est bien mis en place en contrôlant l'étanchéité du système porte-filtre à l'aide du montage décrit dans le guide de  Préparation des dispositifs de prélèvement en vue d'une intervention en entreprise   partie : "Assemblage de cassettes et étanchéité"
  • Une membrane filtrante quadrillée en nitrate de cellulose de diamètre de pores ≤ 1,2 µm peut aussi être utilisée.

   

  Cassette ouverte, 3 pièces, 25 mm, col court, matériau conducteur :

     

   

Conditions de prélèvement

• Débit de prélèvement mini (L/min)

  1

• Débit de prélèvement maxi (L/min)

  2

Pompe de prélèvement

• Pompe à débit de 1 à 3 L/min

Méthode d'analyse

Principe général de l'analyse en laboratoire

Préparation d'analyse

• Conditions de conservation avant analyse

  Pour assurer la conservation des échantillons sur une longue période, il est conseillé de déposer un vernis autour de la lamelle.

• Conditions de conservation échantillon préparé avant analyse

   

   

Une étape de préparation :

Étape de préparation N°1

• Solvant ou solution

  • ACETONE
  • TRIACETINE

• Type de préparation

  Transparisation

• Autres conditions de préparation

  • Avant le traitement des échantillons, nettoyer le matériel requis. Les lames et lamelles couvre-objet seront nettoyées à l'aide de papier optique (ou papier de soie) juste avant utilisation. Essuyer le scalpel et les pinces à l'aide de papier optique et renouveler les opérations entre chaque échantillon. Tout le matériel utilisé sera stocké sur une surface propre.
  • Le traitement d'un filtre entier est préférable. Toutefois, il est possible de découper le filtre au scalpel et d'effectuer l'analyse seulement sur un secteur du filtre (par exemple si l'identification de fibres est nécessaire, le filtre peut être découpé en deux, une moitié sera analysée en microscopie électronique et l'autre en microscopie optique). Une analyse pour identification des fibres par MEB, est également possible en parallèle sur un autre filtre dont les conditions de prélèvement auront été identiques.
  • Les filtres prélevés sont rendus transparents suivant le mode opératoire ci-dessous :

        -  placer la membrane, poussières vers le haut, sur une lame de microscopie,

       -  effectuer un premier traitement à l'acétone : il consiste à exposer la lame à des vapeurs d'acétone pendant quelques secondes sans excès de vapeur, qui provoquerait la destruction de la membrane par dissolution. Prendre soin qu'aucune goutte d'acétone liquide ne tombe sur la membrane.

  • Cette opération peut-être réalisée avec un vaporisateur d'acétone.
  • Traiter ensuite la membrane à la triacétine (triacétate de glycérol) filtré en plaçant une à trois gouttes de triacétine sur la lamelle. Retourner la lamelle délicatement en l'inclinant progressivement sur le filtre.
  • Attendre plusieurs heures avant l'analyse pour obtenir la réaction complète du filtre avec la triacétine. Toutefois, le chauffage de l'échantillon à environ 50°C pendant 15 min permet l'analyse immédiate.

   

• Filtration

  La triacétine (triacétate de glycérol) doit être préalablement filtrée sur filtre nuclépore de diamètre de pores 0,2 µm.

• Commentaires

  Traiter les échantillons servant de blancs de laboratoire et de blancs de terrain de la même façon.

Commentaires, conseils, conditions particulières

Une condition analytique :

Condition analytique N°1

• Technique analytique

  • MICROSCOPIE OPTIQUE A CONTRASTE DE PHASE

• Commentaires, conseils ou condition particulières

  Matériel analytique

  • Microscope optique avec :

       -  éclairage de Kœhler,

       -  condenseur de contraste de phase de type Abbe ou achromatique,

       -  platine mécanique munie de porte-lame et d'un déplacement x-y,

       -  objectifs achromatiques à contraste de phase de grossissement 10 X et 40 X,

       -  2 oculaires permettant un grossissement total d'environ 400 à 600 X,

       -  réticule G22 de Walton et Beckett,

       -  télescope auxiliaire ou lentille de Bertrand,

       -  filtre vert,

       -  micromètre de platine.

  • Lame et lamelle couvre-objet.
  • Compteurs manuels.

   

  Réglage du microscope

  Réglage du réticule

  Placer un échantillon sur la platine du microscope. Régler la netteté du réticule avec le tirage de l'oculaire et la netteté de l'image en jouant sur la mise au point du microscope.

  Réglage de l'éclairage de Köhler

  Placer le condenseur en position haute, ouvrir le diaphragme d'ouverture et fermer le diaphragme de champ pour qu'il apparaisse. Faire varier la position du condenseur de telle sorte que les bords du diaphragme soient aussi nets que possible. Centrer l'optique du condenseur et ouvrir le diaphragme de champ pour qu'il disparaisse du champ de vision.

  Réglage du contraste de phase

  Introduire l'anneau de phase et faire coïncider son image avec l'anneau d'absorption de l'objectif.

   

  Etalonnage du réticule oculaire

  Effectuer la mise au point sur les divisions d'un micromètre. Superposer le réticule oculaire aux divisions du micromètre et déterminer le diamètre réel du champ d'observation (nombre entier de division + estimation éventuelle de la fraction restante).

   

  Comptage et dimensionnement des fibres

  • Examiner dans un premier temps le filtre à faible grossissement, avec un objectif de 10 X (grossissement total de 100 à 150 X).
  • Vérifier que le bord du filtre est exempt de poussières et que la répartition est homogène sur toute la surface du filtre. Noter les éventuelles différences de densité ou la présence d'agrégats grossiers de fibres ou de poussières.
  • Passer à l'objectif 40 X et effectuer la mise au point sur les poussières ou sur le quadrillage. Choisir des champs d'observation au hasard sur la surface exposée du filtre et qui ne se chevauchent pas.
  • Ne pas sélectionner les champs :

  -  incluant des lignes de quadrillage,

  -  recouverts d'agglomérats,

  -  situés à moins de 4 mm du bord du filtre ou 2 mm de la ligne de découpe.

   

  Critère de comptage des fibres

  Afin de s'assurer que des divergences mineures résultant du dépôt aléatoire des fibres ne faussent pas la mesure, il convient de compter au moins 100 fibres en évaluant au minimum 20 champs ou 100 champs. L’observation d’un nombre de champs supérieur à 100 n’a d’intérêt que l’abaissement de la SA en l’absence de fibres détectées. L’observation de 200 champs est un maximum.

   

  • Seules sont comptées les fibres répondant aux caractéristiques suivantes :

       -  longueur supérieure à 5 µm,

       -  rapport longueur/diamètre supérieur à 3,

       -  diamètre inférieur à 3 µm.

       Remarque : On pourra également compter séparément les fibres de diamètre supérieur à 3 µm.

  • Les fibres entièrement contenues à l'intérieur du réticule sont comptées pour deux extrémités. Les fibres dont une seule extrémité se trouve à l'intérieur du réticule sont comptées pour une.
  • Un agglomérat de fibres qui, en un ou plusieurs points de sa longueur, semble homogène alors qu'en d'autres points il semble se ramifier est appelé fibre dédoublée. On appelle faisceau tout agglomérat de fibres se touchant ou se croisant.
  • Une fibre dédoublée est comptée comme une fibre si elle répond aux trois critères dimensionnels précédemment cités, le diamètre étant mesuré au niveau du tronc principal.
  • Les fibres en faisceau sont évaluées individuellement si on peut les distinguer suffisamment pour déterminer qu'elles satisfont aux critères dimensionnels. Si l'on ne peut distinguer aucune fibre répondant à la définition, on doit évaluer le faisceau en tant que fibre individuelle si, globalement, il répond à ces critères.
  • Les fibres au contact de particules sont comptées comme si les particules n'étaient pas attachées à la fibre.
  • Si plus du 1/8^ème de la surface du réticule est couvert par un agglomérat de fibres et/ou de particules, passer à un autre champ.

  Remarque : Le nombre de fibres sera déterminé en comptant le nombre d'extrémités et en le divisant par 2.

   

  Exemples d'application

  

   

Étalonnage et expression des résultats

• Calcul de la quantité de substance sur le dispositif

  Calcul de la surface effective de filtration(s)

  • Transpariser un filtre coloré par un dépôt de poussière sur la surface. Mesurer (à l'aide du vernier de la platine du microscope ou système équivalent), à 0,2 mm près, au moins 4 diamètres de la tache ainsi formée. Si les diamètres mesurés ne diffèrent pas de plus de 1 mm, calculer la moyenne arithmétique des diamètres. Reproduire sur 3 filtres les opérations précédentes. Si les diamètres des différents filtres ne diffèrent pas de plus de 1 mm, calculer la moyenne arithmétique des diamètres des 3 filtres et en déduire la surface effective de filtration.
  • Répéter cette mesure tous les ans, si la nature du filtre ou du système porte-filtre (ou la méthode de transparisation) est modifiée.

   

  Calcul de la concentration en fibres

  La concentration de fibres pour chaque prélèvement est déterminée suivant la formule :

  

  avec :   S (en mm²) : surface effective de filtration

              s (en mm²)  : surface du réticule

              N : nombre total de fibres comptées

              n : nombre de champs observés

              V (cm³) : volume d'air prélevé.

   

  Remarque : L'intervalle de confiance sur le résultat est calculé dans l'hypothèse de la validité de la loi de distribution de Poisson (à 95 %, l'écart est d'environ 20 % sur cent fibres comptées et environ 35 % pour quarante fibres comptées).

   

Bibliographie

Historique

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